Patrones complejos de circulación de hemolinfa en alas de saltamontes

Biología de las comunicaciones volumen 6, número de artículo: 313 (2023) Citar este artículo

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Los sistemas vivos de un insecto (circulación, respiración y un sistema nervioso ramificado) se extienden desde el cuerpo hasta el ala. La circulación de la hemolinfa en las alas es fundamental para hidratar los tejidos y suministrar nutrientes a los sistemas vivos, como los órganos sensoriales, a lo largo del ala. A pesar del papel fundamental de la circulación de la hemolinfa en el mantenimiento de la función saludable de las alas, las alas a menudo se consideran cutículas "sin vida" y los flujos siguen sin cuantificarse en gran medida. La microscopía fluorescente de alta velocidad y el seguimiento de partículas de la hemolinfa en las alas y el cuerpo del saltamontes Schistocerca americana revelaron un flujo dinámico en cada vena de las alas delanteras y traseras. El sistema global forma un circuito, pero el comportamiento del flujo local es complejo y presenta tres tipos distintos: flujo pulsátil, aperiódico y con “fugas”. Los corazones de las alas torácicas extraen hemolinfa del ala a frecuencias más lentas que el vaso dorsal; sin embargo, la velocidad de retorno de la hemolinfa (en el ala trasera) es más rápida que en la del vaso dorsal. Para caracterizar la mecánica de flujo interno del ala, mapeamos parámetros de flujo adimensionales a través de las alas, revelando regímenes de flujo viscosos. Las alas sostienen comportamientos de insectos ecológicamente importantes, como la polinización y la migración. El análisis del sistema circulatorio de las alas proporciona una plantilla para futuros estudios que investiguen la hemodinámica crítica necesaria para mantener la salud de las alas y el vuelo de los insectos.

A menudo se piensa que las alas de los insectos son cutículas muertas y sin vida, pero un ala sana y funcional está indisolublemente ligada al flujo circulatorio activo en su interior1,2,3. La hemolinfa, la sangre de un insecto, sirve para hidratar los tejidos, suministrar nutrientes a los sistemas nervioso y respiratorio y hacer circular las células involucradas en la función inmune, proporcionando una función fisiológica crítica en todos los insectos4,5,6. Estos sistemas también se extienden y ramifican hacia el ala, necesitando nutrición de la hemolinfa, como en el cuerpo7,8. El flujo de hemolinfa también participa en el desarrollo de los insectos, sirviendo como herramienta hidráulica durante el crecimiento, la metamorfosis, la eclosión y la expansión de las alas9,10. Dentro del ala misma, la circulación de hemolinfa es necesaria para los órganos vivos y las estructuras sensoriales11, como los órganos productores de olores en las alas de los lepidópteros8 y miles de pelos sensoriales distribuidos en las alas de las libélulas6,12,13. Los tejidos estructurales incrustados en las venas de las alas, como la resilina14,15, dependen de la hidratación de la hemolinfa, lo que proporciona al ala viva mojada propiedades mecánicas diferentes a las de un ala seca y muerta, lo que demuestra el papel esencial de la circulación para el vuelo de los insectos16. De hecho, bajo la desecación, la dureza de la cutícula de los insectos disminuye drásticamente17. Sin embargo, si bien las propiedades estructurales y aerodinámicas de las alas de los insectos están relativamente bien estudiadas18, los sistemas vivos internos dentro de las alas (y el flujo que los suministra) han sido en gran medida ignorados, a pesar de su importancia crítica para la ecología y la evolución de los insectos.

Se conocen bien algunas tendencias generales relativas a la circulación en las alas. En 14 órdenes de insectos, hay dos patrones de flujo principales en los insectos en reposo: flujo tortuoso (unidireccional: similar a un circuito) y flujo de marea (bidireccional: en todas las venas a la vez y luego afuera)7,19,20. Las alas de los mosquitos, por ejemplo, exhiben un flujo tortuoso dentro de sus diminutas alas de escala milimétrica, impulsado por un corazón torácico independiente que extrae la hemolinfa del ala de forma pulsátil21. Los lepidópteros, por el contrario, presentan flujo de marea en algunas especies; la polilla gigante del Atlas (Attacus atlas), con una envergadura de 30 cm, utiliza múltiples corazones de alas torácicas, sacos de aire torácicos y tráqueas que se extienden hacia las venas para empujar y luego tirar de la hemolinfa a través de todas las venas de las alas19. Trabajos recientes en lepidópteros más pequeños revelaron flujo de marea en una especie (Vanessa cardui) pero flujo tortuoso en otras dos (Satyrium caryaevorus y Parrhasius m-album) con órganos productores de olores en sus alas8, lo que sugiere que los patrones de flujo pueden funcionar para dar servicio a estructuras alares específicas. .

Sin embargo, los análisis cuantitativos de la circulación de la hemolinfa dentro de las alas aún son escasos, particularmente aquellos que identifican comportamientos de flujo local dentro de las venas. Estudios anteriores se han centrado en mediciones cualitativas o de flujo masivo en insectos en reposo12,20,22. Medir el movimiento del fluido dentro de las venas de las alas de los insectos es una tarea difícil, incluso en un ala estacionaria1. En la última década, el mayor uso de colorantes o partículas fluorescentes inyectados y videos de alta velocidad ha permitido mediciones más detalladas del flujo de hemolinfa en insectos en reposo1,12,21,23,24. Tales herramientas han revelado que en el mosquito Anopheles gambiae, la hemolinfa ingresa al ala a una velocidad más lenta (99 μm por segundo) y regresa al cuerpo a una velocidad mucho más rápida (458 μm por segundo), una diferencia de ~4,5×21. El aumento de los recursos computacionales ha permitido modelos dinámicos en 3D del flujo en el aleteo de las alas, lo que sugiere que la presencia de hemolinfa reduce las inestabilidades aerodinámicas como el aleteo25. Recientemente, modelos experimentales y analíticos combinados han demostrado que el aleteo puede inducir flujos de hemolinfa más rápidos dentro del ala que los observados durante el reposo12, pero el método condujo a una alta mortalidad y una baja actividad en la mayoría de los insectos.

Además, la red circulatoria en sí no es un simple sistema de tuberías uniformes. El tamaño de las venas puede variar drásticamente dentro de un ala, disminuyendo tanto desde la base hasta la punta (a lo largo de la envergadura) y de borde a borde (a lo largo de la cuerda), así como entre especies, con un diámetro que difiere en casi tres órdenes de magnitud de 0,5 μm en mosquitos hasta 300 μm en polillas grandes. Además, algunas regiones del ala reciben hemolinfa a través de rutas que no tienen estructuras claras en forma de canales proporcionadas por las venas del ala (es decir, regiones de membrana con fugas)7,26. Las manchas circulares productoras de olor en las alas de las mariposas licénidas (Eumaeini)8, por ejemplo, pueden proporcionar una resistencia porosa al flujo, y se cree que el pterostigma de la libélula, un seno rectangular discreto en la punta del ala, contiene copiosas cantidades de hemolinfa26. Tales elementos aumentan la complejidad de la circulación en el ala e impiden un modelado mecánico simple del sistema. Los modelos no solo brindan información fundamental sobre la función fisiológica, sino que también son necesarios para que la ingeniería bioinspirada o biomimética produzca microfluidos más efectivos, importantes en una amplia gama de aplicaciones que incluyen biosensores, dispositivos de administración de medicamentos y laboratorios en un laboratorio. dispositivos con chip27,28,29.

En general, existe una falta de comprensión de los patrones de flujo específicos dentro de las venas del ala y cómo se relacionan con la geometría de la red circulatoria del ala. Esta brecha en el conocimiento, entre la descripción y el flujo cuantitativo, dificulta nuestra comprensión del importante papel que desempeña la hemolinfa en el comportamiento de los insectos y la función saludable de las alas.

Aquí, utilizamos microscopía de partículas fluorescentes de alta velocidad para observar, rastrear y cuantificar la circulación activa de hemolinfa dentro de las alas delanteras y traseras densamente venadas, así como el cuerpo de los saltamontes americanos adultos vivos Schistocerca americana en reposo. Elegimos esta especie por su historia como organismo modelo para estudios de vuelo; S. americana es conocida por sus daños a la agricultura, y sus alas, y las estrechamente relacionadas con ella, han sido investigadas en términos de biomecánica, daños y características estructurales de las alas30,31,32,33. Los especímenes adultos son de tamaño intermedio y tienen una venación alar más compleja y densa en comparación con estudios previos de circulación de las alas (por ejemplo, el mosquito y la polilla Atlas). Como especie de plaga ecológicamente relevante, S. americana está fácilmente disponible a través de colaboraciones con instalaciones del Departamento de Agricultura de EE. UU. (USDA).

Investigamos dos hipótesis basadas en conocimientos previos sobre los mosquitos, el único insecto del que se conocen tasas de flujo21: (1) la hemolinfa atraviesa cada vena dentro de una red de venación, (2) la hemolinfa regresa al cuerpo a través de las venas del borde posterior a una velocidad mucho mayor. más rápido que el que entra al ala. Dadas las numerosas incógnitas sobre cómo las estructuras incrustadas en el ala o los patrones de venación interactúan con el flujo de hemolinfa, también exploramos dos preguntas adicionales: (3) ¿cambian los patrones de flujo según la ubicación dentro del ala? y (4) ¿cuál es la participación del flujo fuera de las venas cerradas, dentro de los senos estructurales amorfos? Por último, caracterizamos la dinámica del comportamiento variable de los fluidos calculando los números adimensionales de Reynolds, Womersley y Péclet en todo el ala, proporcionando información fundamental sobre las reglas físicas que guían su flujo circulatorio.

Estructuralmente, las alas de los insectos están compuestas de venas tubulares quitinosas y regiones membranosas delgadas5. Si bien las venas son estructuras de soporte, también son extensiones de los sistemas circulatorio y traqueal abiertos (Fig. 1a), impulsados por corazones de alas torácicas que atraen la hemolinfa a través de un ala (Fig. 1b). La hemolinfa hidrata los tejidos y las venas que contienen tubos traqueales (Fig. 1c). El sistema traqueal, una red ramificada, sirve para transportar oxígeno directamente a los tejidos de todo el cuerpo y a los apéndices mediante difusión y advección (flujo masivo)34. Las ramas traqueales se extienden primero hacia el tejido del ala durante el desarrollo de la almohadilla del ala y se pueden encontrar en la mayoría de las venas del ala adulta, pero no en todas7,35. También se puede observar que las tráqueas se comprimen bajo los pulsos de hemolinfa (Película complementaria 3), lo que demuestra un acoplamiento mecánico entre los sistemas circulatorio y respiratorio19. En algunas partes del ala, las tráqueas pueden obstruir el flujo (como en la película complementaria 3), y cuando el flujo de hemolinfa se invierte, se puede ver que las tráqueas se expanden.

a Esta caricatura presenta los dos sistemas de fluidos principales dentro de un insecto: el sistema circulatorio abierto (izquierda) y el sistema respiratorio cerrado (derecha). Dentro de un sistema circulatorio abierto, la hemolinfa (sangre de insecto) comúnmente se bombea de posterior a anterior a través de un corazón tubular largo llamado vaso dorsal. Los corazones accesorios (es decir, bombas) en el tórax llamados “corazones de ala” bombean sangre desde el ala40. El sistema respiratorio de un insecto es una red de tubos traqueales y sacos de aire, que transportan oxígeno y dióxido de carbono directamente a los tejidos mediante advección y difusión (el diagrama es representativo)34. b En S. Americana, los corazones de las alas torácicas tienen “conductos de retorno” (es decir, ramas escutelares) donde la hemolinfa sale del ala y regresa al corazón principal. Un corte transversal a través del tórax revela cómo estos corazones de alas torácicas están ubicados dorsalmente por encima del corazón tubular principal. c Un ejemplo de sección transversal (no proporcional) a través de una vena revela (i) hemolinfa, ramas traqueales, nervios y pared venosa2. Las vistas ampliadas (ii) y (iii) muestran ramas nerviosas que se conectan a propioceptores y cómo la hemolinfa y los tubos traqueales forman redes dentro del ala. Dibujos en b, c inspirados en Pass2,3.

Utilizando partículas fluorescentes de flotabilidad neutra y video de alta velocidad, registramos partículas que fluyen en sincronía con los hemocitos que se introducen en el ala, a través de las venas del borde de salida, cerca de la base del ala (Fig. 2a-c, Película complementaria 1). Para cuantificar los flujos, empleamos métodos de seguimiento que incluyen (1) seguimiento de partículas multiparamétrico automatizado (Fig. 3a) y (2) seguimiento de partículas semiautomático en Matlab (DLTdv5) 36 para seguir cientos de partículas a lo largo del ala y el cuerpo (~ 800, consulte la figura complementaria 1). Los datos de posición variables en el tiempo de estas partículas rastreadas se utilizaron para calcular velocidades de flujo instantáneas e identificar patrones de flujo en adultos de S. americana en reposo (Fig. 2c). En la Fig. 3a se muestran ejemplos de trayectorias de flujo y la correspondiente velocidad instantánea media de todas las partículas visibles en una serie de imágenes medidas a lo largo del tiempo (para un individuo representativo). Los movimientos de partículas generalmente parecen más coordinados en regiones donde la pulsatilidad es dominante (es decir, base del ala, Fig. 3a, flujo masivo), en comparación con donde no es pulsátil (es decir, punta del ala, Fig. 3a, flujo aperiódico). En los esquemas del ala de la Fig. 2c, la ubicación de las partículas indica la posición inicial normalizada del seguimiento, y la agrupación indica que se rastrearon múltiples partículas dentro de una región. En la Fig. 2c (abajo), las partículas dentro del cuerpo están nerviosas y representan una ubicación de seguimiento general.

a Vista del tórax dorsal de un saltamontes bajo un microscopio fluorescente (izquierda). A los insectos vivos se les inyectaron partículas fluorescentes de flotabilidad neutra. Antes de obtener imágenes y de la inyección de partículas, S. americana fue anestesiada brevemente con dióxido de carbono y rápidamente inmovilizada con arcilla para modelar; Las alas se extendieron entre dos portaobjetos de vidrio (la luz azul indica fluorescencia). b La vista dorsal indica la ubicación de los corazones de las alas torácicas y los conductos de retorno a la bomba cardíaca de las alas. El vaso dorsal domina el bombeo de hemolinfa dentro de un insecto, pero no puede hacer circular hemolinfa hacia las alas sin la ayuda de los corazones torácicos del ala, que bombean hemolinfa desde el ala. c Mapa de alas (coordenadas normalizadas) de todas las partículas (500 en total) rastreadas y cuantificadas en 8 saltamontes adultos tanto en las alas anteriores como en las traseras (16 alas en total). Mapa corporal de partículas medidas (300 en total) en todo el cuerpo.

a Utilizamos el seguimiento de partículas multiparamétrico para detectar el movimiento masivo de partículas, lo que permite el seguimiento de una gran cantidad de partículas. El flujo cerca de la base del ala (flujo masivo) muestra una pulsatilidad distinta (entre individuos), mientras que en regiones como la punta del ala (región reticular), el flujo atraviesa más uniones y los patrones son menos periódicos (los saltos aperiódicos indican viajes entre venas cruzadas a largas distancias). venas). Estos gráficos de ejemplo muestran la velocidad vertical (componente y) de cientos de partículas dentro de una región para un individuo representativo (tanto arriba como abajo). b Las métricas del ala se clasificaron en cinco regiones (izquierda) según la ubicación y estructura de la vena: (1) borde de ataque (rosa, de costa a subcosta), (2) membrana (roja, de subcosta a radio), (3) punta del ala (oscura azul, sector radial a medius), (4), celosía (amarillo, medius a post cubitus) y (5) borde de salida (verde claro, post cubitus a región vannal). Las etiquetas siguen la nomenclatura de venas largas (las venas cortas normalmente no tienen nombre). c Se encontró que el flujo general en el ala era tortuoso, donde la hemolinfa ingresaba al ala a través de las venas C, Sc y R, y salía del ala a través de las venas Cu y V37. d Siguiendo los dibujos de alas de Arnold (1964)7, los vectores dibujados a mano representan el comportamiento de la hemolinfa (basado en análisis de seguimiento). El seguimiento de partículas fluorescentes revela que el flujo se comporta de tres modos: pulsátil (flecha de dos puntas), con fugas (flecha curva) y aperiódico (flecha recta). Ejemplos de venación del ala anterior (i. – v.) y ala trasera (vi. – x.) en cada una de las cinco regiones. Venas del ala: C—costa, Sc—subcosta, R—radio, Rs—sector de radio, M—medius, Cu—cubitus, PCu—post cubitus, V—vannal.

El ala anterior de los saltamontes, el tegmen, es una estructura engrosada y semi-coriácea que cubre el ala trasera más grande (área 2,5 veces mayor), que se pliega como un abanico corrugado debajo del ala anterior cuando el insecto está en reposo37. Ambas alas están densamente venadas y contienen venas longitudinales que se extienden desde la base hasta la punta, que están interconectadas por numerosas venas cruzadas más cortas (Fig. 3b). Particularmente cerca de la base del ala en la región del borde de ataque del ala anterior, las venas del ala no tienen una sección transversal uniformemente circular, sino que parecen aplanadas y poco profundas, interconectadas por muchas venas transversales en forma de S. Se registraron partículas en esta región fluyendo junto a los hemocitos (Película complementaria 1).

Confirmamos que la hemolinfa atraviesa todas las venas, incluidas las venas cruzadas y ciertas áreas de la membrana del ala, dentro de la red del ala del saltamontes (Películas complementarias 1 a 6), incluso hasta los bordes de las alas, donde es más probable que las venas se dañen38 (Fig. .3c, d).

La estructura y el patrón de las venas a lo largo del ala influyen en cómo se mueve la hemolinfa a través del ala. Debido a que las interacciones entre la estructura del ala y el flujo no se han investigado previamente, identificamos cinco regiones distintas del ala en función de las similitudes estructurales entre las alas, dentro de las cuales evaluamos las características del flujo local (Fig. 3b). Estas regiones incluyen lo siguiente: (1) borde de ataque (venas de mayor diámetro), (2) membrana (un gran seno presente entre las capas del ala cerca del borde de ataque), (3) punta del ala (venas de diámetro pequeño y altamente interconectadas), ( 4) celosía (en su mayoría venas conectadas ortogonalmente) y (5) borde de salida (venas de mayor diámetro) (Fig. 3b-d).

Para analizar la velocidad de la hemolinfa en diferentes ubicaciones, calculamos las velocidades máximas y medianas instantáneas de las partículas en las cinco regiones del ala (Fig. 4a, b, consulte los métodos de cálculo y la Fig. 1 complementaria). En general, las velocidades del flujo son mayores en el ala trasera (Fig. 4a). Dentro de cada ala, las velocidades máximas de flujo más altas ocurren en regiones cercanas a la base del ala; en las alas anteriores y traseras, las velocidades máximas más altas se producen en la región del borde de salida (donde los corazones del ala torácica extraen la hemolinfa del ala a través de la rama escutelar y el cordón auxiliar). También se calcularon las velocidades de flujo medianas para caracterizar las velocidades de flujo típicas; estos valores muestran tendencias similares (Fig. 4b), pero con diferencias más pequeñas entre regiones (Fig. 1 complementaria).

a y b Velocidades máximas y medianas por región del ala. Los flujos más rápidos ocurren en el borde de salida del ala anterior y en el borde de ataque del ala trasera. c Radio de vena promedio por región (n = 25 radios de vena medidos y promedio tomado). d Número de Péclet promedio para cada región, donde el coeficiente de difusión, DO2, es para el oxígeno en el agua. e La frecuencia de pulso promedio, calculada por una cantidad de picos de velocidad a lo largo del tiempo (derecha de e), aumenta en el borde de salida. f El número de Reynolds promedio, de inercia a fuerzas viscosas, describe un régimen de flujo viscoso en todas las regiones (1<). g El número promedio de Womersley, pulsatilidad a flujos viscosos, describe un flujo similar a las vénulas42. Las trayectorias de las partículas se colocaron en un sistema de coordenadas de ala normalizado (n = 8 saltamontes individuales y 500 partículas digitalizadas).

Estructuralmente, las venas en las regiones de los bordes anterior y posterior de las alas anteriores y posteriores tienen un diámetro más ancho que las de las regiones de la punta, la red y la membrana. En la punta del ala, el flujo sigue la vena perimetral y comienza a moverse hacia abajo por la cuerda del ala hacia las regiones de la red y del borde de salida. Tanto en las alas delanteras como en las traseras, el flujo de hemolinfa se ralentiza sustancialmente en la región de la punta del ala (Fig. 4a, b) y aumenta nuevamente en la región del borde de salida. En el ala trasera, las venas anales en forma de abanico dentro de la región del borde de salida sirven como conductos largos (con menos uniones que atravesar) que alimentan el mismo conducto de retorno (es decir, cordón auxiliar), donde el flujo es extraído por la vena torácica posterior. corazón del ala (Fig. 2b, Película complementaria 6).

Aunque el flujo masivo dentro de las alas de un saltamontes se puede describir como un circuito unidireccional, con la hemolinfa entrando a través de las venas del borde anterior y saliendo de las venas del borde posterior (Fig. 3c, Películas complementarias 1 y 6), los comportamientos del flujo local dentro de las venas son complejos y variable en el tiempo. La hemolinfa no viaja a lo largo de caminos simples y predeterminados a través del ala, sino que puede mostrar uno de varios comportamientos de flujo local en cualquier unión venosa determinada, en cualquier momento particular (Fig. 3d). Específicamente, mientras medimos y rastreamos la circulación activa de hemolinfa en cada vena dentro del ala anterior y posterior, observamos tres comportamientos de flujo local distintos: flujo pulsátil, aperiódico o con fugas (Películas complementarias 1 a 6), que se describen en detalle a continuación. Se pueden encontrar combinaciones de los tipos de comportamientos de flujo dentro de muchas de las regiones del ala, y la aparición de algunos comportamientos locales parece ser una función de la proximidad al cuerpo y sus órganos de bombeo asociados (Fig. 3d).

La hemolinfa es bombeada desde las alas delanteras y traseras cerca del borde de salida por el respectivo corazón del ala torácica de cada ala (Fig. 2b, Película complementaria 8), y la hemolinfa fluye hacia el ala desde el espacio torácico, entrando a través de las venas más grandes del borde de ataque, las costa, subcosta y radio. Estos flujos torácicos también están influenciados por la respiración de los sacos de aire torácicos. En general, hay un patrón tortuoso de flujo tanto en las alas delanteras como en las traseras (Fig. 3c). Dentro del ala, la hemolinfa fluye más rápido en las regiones cercanas al cuerpo y más lento en las regiones cercanas a la punta del ala. Estas velocidades más altas pueden reflejar la proximidad a los principales órganos de bombeo, o quizás reflejar requisitos funcionales para una mayor hidratación en la bisagra del ala, lo que se correlaciona con las gruesas capas de resilina39.

Este patrón circulatorio de flujo es similar al observado en los mosquitos21. Sin embargo, la magnitud relativa entre el flujo de entrada (hacia el ala) y el flujo de salida (regreso al cuerpo) está mucho menos sesgada. Las velocidades máximas de flujo en estas alas de saltamontes varían de 0,5 a 2,6 mm/s (Fig. 4a), con relaciones dentro y fuera del ala de 1,5 y 1,3 en las alas delanteras y traseras. Comparativamente, la relación de flujo de entrada/salida es de 4,6 en el mosquito (A. gambiae) en reposo, donde la diferencia puede estar relacionada con la estructura del corazón del ala torácica: en los mosquitos, el corazón del ala torácica está separado del vaso dorsal21 y opera a una frecuencia independiente de 3 Hz, mientras que, en los saltamontes, los corazones de las alas torácicas existen como tejido del vaso dorsal modificado, adherido, justo encima del vaso dorsal (Fig. 1b)40. En general, el retorno de la hemolinfa al cuerpo de los mosquitos es mucho más rápido que el de los saltamontes.

El flujo es pulsátil en gran parte del ala (Películas complementarias 2 y 6), con partículas que pulsan hacia adelante y luego se detienen o invierten la dirección en una distancia más corta (0,21 a 0,81 Hz, figura 4e). Como resultado, la hemolinfa puede moverse en dos o más direcciones alternativas en muchas uniones venosas, y el flujo puede aparecer como marea en algunas venas más pequeñas (Película complementaria 5). En muchas alas de insectos, las venas del borde de ataque tienen un diámetro relativamente mayor y tienden a disminuir a lo largo de la envergadura y la cuerda (es decir, a lo largo y ancho del ala). Descubrimos que la pulsatilidad domina el movimiento de la hemolinfa en el borde de ataque y en los bordes de salida de las alas delanteras y traseras, donde las venas tienen un diámetro mayor (170 a 250 μm que en la punta y las regiones de la red del ala). Aproximadamente en sincronía con la frecuencia del pulso cardíaco del ala anterior de 0,64 Hz, el flujo promedio de hemolinfa en las alas anteriores pulsa aproximadamente 0,56 Hz hacia adelante y hacia atrás dentro de las venas (5c, Película complementaria 8), y el movimiento neto eventualmente avanza hacia la punta del ala y hacia abajo a través de la cruz. -venas. La pulsación en la bisagra del ala es irregular y está sujeta a la respiración de los sacos aéreos torácicos y no está alineada con la pulsatilidad del ala debido a limitaciones de flujo en la red venosa. La frecuencia del pulso (es decir, 'pulsatilidad') indica cambios cíclicos en la velocidad de la hemolinfa, cuantificados contando los picos de velocidad en un trazo de velocidad (consulte la sección "Métodos"). Debido a que no medimos directamente la contracción del corazón dorsal o del ala, no podemos sacar conclusiones sobre las correlaciones entre la pulsatilidad del flujo en las venas del ala y los ciclos exactos de carrera de estas bombas.

El flujo aperiódico ocurre cuando las partículas se mueven en una dirección continuamente (sin detenerse); La velocidad puede aumentar y disminuir en sincronía con los pulsos de hemolinfa, pero las partículas nunca se detienen por completo (Fig. 3a). Observamos flujo aperiódico, así como flujo pulsátil, dentro de las tres regiones restantes del ala: las regiones de la punta del ala, la red y el borde de salida (Películas complementarias 4 a 6) (Fig. 3d, iii/viii, iv/ix y v). /X). La pulsación tiende a amortiguarse dentro de la punta del ala y las regiones de la red, y el flujo se mueve más a menudo de manera continua hacia el borde de salida, mientras que el flujo pulsátil es más común dentro de la región del borde de salida de las alas delanteras y traseras, donde se bombea la hemolinfa. del ala.

El flujo con fugas, un comportamiento de flujo en las alas de los insectos que se ha observado cualitativamente antes26 pero no cuantificado, ocurre cuando las partículas salen de las venas del ala hacia una región membranosa adyacente (una gran región sinusal), y eventualmente regresan a las venas que rodean el seno. (Películas complementarias 2 y 3). En la región de "membrana" del ala (Fig. 3b, d, ii/vii), que se encuentra aproximadamente en dos tercios de la envergadura del ala y hacia el borde de ataque, la hemolinfa fluye desde las venas del borde de ataque (costa, subcosta, y radio) y en el seno membranoso en forma de bolsillo (Películas complementarias 2 y 3). La hemolinfa se acumula dentro de este seno-membrana del pseudoestigma en ambas alas (Películas complementarias 2 y 3), suministrada por la filtración de las venas. Al exhibir un "tipo" de flujo, este término también refleja cómo las regiones difieren estructuralmente. No todas las partes del ala permiten un flujo con fugas (es decir, flujo en la membrana), y esto depende de la estructura de la vena y de si es completamente tubular, poco profunda, en forma de U o tiene poros para permitir las fugas (Películas complementarias 2 y 3). Sin embargo, dentro de las regiones con fugas pueden ocurrir comportamientos pulsátiles y aperiódicos (Fig. 3d, i/vi y ii/vii, películas complementarias 1-3). Las partículas que se movían de vena a membrana en esta región exhibían velocidades similares a las de las venas tubulares del borde de ataque.

La filtración también ocurre en los pseudoestigmas de las alas de algunos otros insectos26. Se cree que estos “falsos senos” son regiones de potencial importancia aerodinámica, donde la masa adicional en el borde de ataque puede actuar como un “regulador inercial” del paso del ala durante el vuelo con aleteo26,41. Las fugas no se limitan a pseudoestigmas, y También puede estar presente en los tegmen coriáceos o élitros (es decir, alas anteriores modificadas de los escarabajos), donde las venas tubulares están ausentes en gran parte del ala 7. En contraste, las libélulas muestran un seno "verdadero" en forma de pterostigma, un engrosado, Pieza rectangular de cutícula cerca del borde anterior del ala, que forma un seno donde se acumula la hemolinfa.

El ala de un insecto es esencialmente un dispositivo de microfluidos que clasifica los hemocitos y otros factores de hemolinfa en todo el ala. Para comprender su eficiencia y posibles aplicaciones en dispositivos bioinspirados, calculamos varios parámetros clave de flujo adimensional. Caracterizamos los regímenes de flujo en las regiones de las alas calculando los siguientes números adimensionales por trayectoria de partícula, y luego presentamos promedios por región: número de Péclet (Pe, la relación entre el transporte advectivo y difusivo; Fig. 4d), el número de Reynolds (Re, la relación entre el transporte inercial). a flujos viscosos; Fig. 4f), y el número de Womersley (Wo, la relación de pulsatilidad con respecto a los efectos de la viscosidad; Fig. 4g). Por último, medimos la frecuencia del pulso (Fig. 4e) como una métrica de bombeo (aunque el bombeo no se midió directamente) para caracterizar la pulsatilidad de los flujos.

Pe (Fig. 4d) es de magnitud similar entre las regiones del ala, con la excepción del borde de salida del ala anterior, donde es ligeramente más alto, y la punta del ala, donde está cerca de 1. Frecuencia de pulso (Fig. 4e), medido como el número de picos de velocidad a lo largo del tiempo, es mayor en las regiones del ala donde el flujo regresa al cuerpo, como la región del borde de salida (0,04 y 0,03 Hz). Re (Fig. 4f) es similar entre las regiones del ala, pero en la región del borde de salida del ala trasera, aumenta casi un orden de magnitud (Re más bajo: 0,01 a Re más alto: 0,09) donde la hemolinfa se bombea de regreso al cuerpo. Aquí el flujo está dominado por efectos viscosos, y este aumento en comparación con el resto del ala subraya la importancia de los órganos de bombeo torácicos para impulsar la circulación del ala. Wo (Fig. 4g) es similar en todas las regiones del ala, excepto por una disminución notable en la punta del ala, donde el flujo y la pulsatilidad tienden a disminuir (Fig. 5g). En comparación con el cuerpo humano, el flujo de hemolinfa dentro de ambas alas tiene un Wo similar al de las arteriolas y vénulas42.

a – c Promedios de las velocidades máximas instantáneas de partículas, velocidades medianas instantáneas y frecuencias de pulso en todo el cuerpo y las alas, junto con diagramas de caja y bigotes (mediana en naranja) de datos de partículas (consulte la sección "Métodos" para el cálculo). En a y b los flujos son más rápidos dentro del cuerpo que en las alas. c La frecuencia de pulso promedio (calculada en la Fig. 4e) muestra que el bombeo es mayor en el vaso dorsal a 2,1 Hz, frente a la rama escutelar (SCUT) a 0,64 Hz (conducto de retorno para el flujo) y las áreas del ala que tienen frecuencias similares. FW-HGE indica flujos torácicos cerca de la bisagra del ala trasera. Barra de escala: 5 mm. Para cada cuadro, la marca central es la mediana y los bordes inferior/superior indican los percentiles 25 y 75. Los bigotes se extienden hasta puntos de datos extremos (n = 8 saltamontes individuales y 500 partículas digitalizadas dentro de las alas, 300 partículas dentro del cuerpo).

Las velocidades de flujo medidas dentro del tórax y el resto del cuerpo fueron mucho más rápidas que las de las alas (Fig. 5). Los flujos en el tórax cerca de la bisagra del ala (es decir, FW y HW HGE) fueron irregulares, con mezcla de hemolinfa entrante con hemolinfa en la cavidad torácica. La conexión entre la bisagra y la entrada a los conductos de las venas del ala es compleja, y el flujo probablemente esté influenciado por los sacos aéreos torácicos (de ahí también una diferencia en la frecuencia del pulso). Esto se refleja en las altas velocidades de 1,8 y 2,5 mm/s que se observan en las regiones de bisagra del ala (Fig. 5a). El vaso dorsal y las ramas escutelares (Fig. 2b, Película complementaria 7) mostraron velocidades de flujo significativamente más altas (Fig. 5a, b) que las medidas en la bisagra del ala anterior, del ala trasera o del ala trasera (prueba t pareada, P <0,001) . Las velocidades de flujo dentro del abdomen también fueron más altas que las de las alas anteriores, traseras y de la bisagra del ala trasera, mientras que los flujos en el pronoto (un collar protector del cuello) no fueron estadísticamente diferentes de otras regiones muestreadas, excepto la rama escutelar (prueba t pareada). , P < 0,05).

Debido al papel que desempeñan los órganos de bombeo en impulsar el flujo de hemolinfa, las diferencias en la frecuencia del pulso (es decir, pulsatilidad) entre las regiones muestreadas del cuerpo y las alas son similares a las tendencias observadas en la velocidad del flujo (Fig. 5c). Medimos una frecuencia de pulso media de 2,1 Hz en el vaso dorsal, que es aproximadamente 3 veces mayor que la frecuencia de pulso de 0,64 Hz medida en los conductos de retorno del ala (ramas escutelares). Esta frecuencia de retorno es algo más alta que las frecuencias de bombeo de los vasos dorsales medidas previamente en Schistocerca (0,92 Hz)43, pero la frecuencia cardíaca en los insectos puede variar con otros factores como la temperatura, el tamaño del cuerpo y el hecho de que el insecto esté sujeto con las alas extendidas, de modo que No se justifican comparaciones directas entre estudios. Las frecuencias de pulso (es decir, la frecuencia de bombeo) de la rama escutelar, las bisagras del ala y las alas no son marcadamente diferentes (Fig. 5c, prueba t pareada). La similitud en los pulsos de hemolinfa entre estas regiones también se confirma mediante valores de Womersley similares calculados para las regiones de las alas delanteras y traseras cerca de las bisagras (Fig. 4g). Los promedios entre las alas pueden indicar más sobre la estructura que sobre la proximidad al bombeo; el ala trasera tiene conductos venosos más grandes y más largos que las numerosas venas cruzadas del ala anterior.

Nuestros resultados muestran que a nivel local, la hemolinfa circula a través de cada vena dentro del ala, incluso las venas transversales más pequeñas, y es identificable como tres tipos diferentes de comportamientos de flujo local: flujo pulsátil, aperiódico y con fugas. Con el flujo con fugas, descubrimos una característica sorprendente en la región del pseudoestigma del ala, donde la hemolinfa fluye y se mueve desde venas longitudinales más grandes, acumulándose en los senos de la membrana (Películas complementarias 2 y 3). Este es el primer trabajo que respalda la evidencia cualitativa realizada por Arnold en 1963 sobre el flujo en pseudostigmas en insectos26. A pesar del patrón sencillo de flujo tortuoso a lo largo de toda el ala, los comportamientos de flujo local dentro de las venas individuales son complejos y varían en el tiempo y están presentes en diferentes combinaciones dentro de cada región del ala. Una ruta compleja y tortuosa conduce a una pregunta crítica: ¿son estos patrones de flujo locales eficientes para transportar hemolinfa? El uso de "eficiente" requiere distinción. En primer lugar, estas mediciones se realizaron en alas en reposo; los patrones de flujo pueden ser completamente diferentes en vuelo (ver Wang et al., 202112). En segundo lugar, la eficiencia depende de relaciones fisiológicas complejas como la La exploración de estas relaciones en futuros experimentos podría explicar cómo los sistemas circulatorios de las alas difieren entre los insectos y cómo la eficiencia podría variar entre insectos con diferentes necesidades sensoriales (es decir, insectos no voladores pero alados).

Los estudios futuros que incorporen tomografía de rayos X de alta resolución para visualizar los tejidos de las venas internas con un detalle sin precedentes permitirían mediciones físicas precisas de la estructura de las venas que podrían usarse para modelar con mayor precisión la red morfológica. Específicamente, la red traqueal dentro de las venas no se extiende a todas las venas, pero cuando está presente, su compresión y reinsuflación deberían influir en la circulación de la hemolinfa. Algunos órdenes de insectos, como los lepidópteros, utilizan la expansión traqueal para promover el flujo de marea de hemolinfa dentro y fuera de las alas, lo que también se ha medido solo en Lepidoptera19. Recientemente, Tsai y sus colegas midieron el cambio en el ancho del canal dentro de la vena a medida que las tráqueas se expandían y contraían cíclicamente8. Vale la pena señalar que las partículas y los hemocitos se atascan en los tejidos y las tráqueas pueden inhibir el flujo (consulte las Películas complementarias 3 y 7 para ver ejemplos), lo que sugiere una mayor investigación sobre el acoplamiento del sistema. El trabajo futuro que combine microscopía fluorescente con electromiografía, sensores de presión y seguimiento de la expansión/compresión traqueal permitiría un modelado más completo de la circulación para probar hipótesis de acoplamiento respiratorio-circulatorio44.

Además, se sabe poco sobre cómo las diferencias en el tamaño corporal, que se extienden en varios órdenes de magnitud entre especies de insectos, y la variación igualmente amplia en las estrategias de la historia de vida y los comportamientos de vuelo, pueden afectar los patrones de flujo de hemolinfa dentro de las alas. Por ejemplo, un insecto migratorio como la mariposa monarca, que a menudo se desliza a lo largo de las corrientes de aire y necesita maximizar la eficiencia energética para viajar largas distancias sin alimentarse, puede beneficiarse de flujos de hemolinfa más lentos en las alas, que requieren un bombeo menos activo. Además, es probable que las velocidades de flujo varíen ampliamente dentro de órdenes de insectos como los Lepidoptera, que muestran grandes variaciones en el tamaño del cuerpo y la venación.

Durante el vuelo, la hemolinfa puede desempeñar otra función funcional; El aleteo induce una circulación hemolinfática más rápida dentro del ala12. Potencialmente, el vuelo de aleteo puede influir en la eficiencia del circuito, ya que acelera la rapidez con la que la hemolinfa llega a la punta del ala (ver Wang et al., 2021)12. Tal como está, el flujo de hemolinfa en las regiones muy pulsátiles observadas más cercanas a la bisagra del ala puede no moverse tan rápido en los saltamontes como lo haría si el animal se está moviendo. Los individuos del género Schistocerca emplean un "efecto paraguas" durante el vuelo, en el que las alas anteriores y traseras aletean en contrafase y las alas traseras corrugadas se hinchan, deformándose de manera flexible con cada aleteo45,46. Su región pseudoestigma también se deforma en este movimiento dinámico y probablemente presuriza el líquido a ambos lados de las líneas de flexión. Por lo tanto, este movimiento dinámico, similar a las mediciones de Wang et al. (2021) en libélulas12, probablemente mueve la hemolinfa por todo el circuito más rápidamente. Entonces, ¿cuál es el papel de este líquido? ¿En el vuelo con aleteo versus vuelo con planeo? ¿El aleteo induce pulsatilidad en todas partes del ala? ¿Cómo cambian los comportamientos del flujo local a medida que las venas se deforman y se pliegan? Es probable que el comportamiento mecánico de las alas de los insectos esté determinado no sólo por las propiedades del material del ala y el patrón de soporte de las venas de las alas, sino también por la presencia, y quizás el movimiento, de hemolinfa dentro de las venas.

Esencialmente, el ala de un insecto puede considerarse un dispositivo microfluídico de cuerpo blando, compuesto por membranas y tubos delgados, que se desarrolla con el tiempo y cambia de forma dinámicamente, tanto durante la metamorfosis como en la edad adulta (particularmente en especies donde las alas adultas pueden plegarse). De ahí la importancia de caracterizar esta red con un conjunto de parámetros de flujo adimensionales. Las alas de los insectos se despliegan durante la ecdisis9 con las redes de venación de las alas intactas, un proceso que podría inspirar nuevas tecnologías en el campo de la microfluídica47. Durante la metamorfosis, el ala adulta se forma completamente, pero permanece plegada en una estructura compleja similar a un origami que debe desplegarse hidráulicamente durante la eclosión. Este proceso activo, que dura entre 40 y 60 minutos en muchos insectos, depende de la red de venas tubulares del ala para presurizar el ala con hemolinfa10. Se sabe relativamente poco sobre los diversos mecanismos implicados en este proceso (fuera de Drosophila)2, pero las aplicaciones potenciales de una mejor comprensión de la expansión de las alas se extienden desde pequeños dispositivos biomédicos hasta grandes paneles solares satelitales que se despliegan de forma autónoma.

Cada comportamiento de vuelo realizado por insectos alados, desde la depredación hasta la polinización, depende del funcionamiento de las alas. En una era de disminuciones masivas en las poblaciones y la diversidad de insectos debido a la industrialización, el cambio climático y las enfermedades, investigaciones adicionales sobre las redes vivas dentro de las complejas pero frágiles alas de los insectos solo beneficiarán nuestra comprensión del papel único que desempeñan estas estructuras, y las presiones externas que pueden afectar su capacidad para funcionar correctamente.

Las ninfas (segundo a cuarto estadio) obtenidas del USDA (Sydney, Montana) se mantuvieron a 30–35 °C (ciclo de luz de 16:8 h) y se criaron de acuerdo con los permisos de Aphis del USDA (#:P526P-16-04590). Una vez que las ninfas eclosionaron, los adultos se colocaron en un recinto separado. Los adultos fueron alimentados regularmente con lechuga romana, que les proporcionó nutrientes y agua.

Para prepararse para la microscopía fluorescente, se anestesió brevemente a S. americana adulta con dióxido de carbono y se colocó con el lado ventral hacia arriba. Utilizando un alfiler para insectos, se perforó un pequeño orificio (~0,1 mm2) en el segundo o tercer segmento abdominal. Se inyectaron de 6 a 10 µl de una mezcla de partículas verdes fluorescentes (Thermo Scientific; densidad, 1,05 g/cm3; fluorescencia, 589 nm) utilizando una jeringa de vidrio de 2,5 µm (Hamilton Co., modelo de jeringa nº 62, Ref. 87942, Reno, NV) con un tubo capilar de borosilicato extraído como aguja (Fig. 2a). Esta mezcla contenía partículas de poliestireno con flotabilidad neutra de tamaños de 3 y 6 µm.

La mezcla permitió observar el flujo tanto a distancias focales grandes como pequeñas (Fig. 2). Después de la inyección, S. americana fue rápidamente inmovilizada con arcilla para modelar, lo que permitió que el insecto vivo permaneciera en reposo sin moverse ni autolesionarse. Las alas delanteras y traseras se extendieron y se intercalaron entre dos portaobjetos de vidrio (7,5 × 5 cm) en una posición plana, lo que simuló una postura de vuelo con el ala extendida y permitió la visualización del flujo de hemolinfa (Fig. 2). Debido al sistema circulatorio abierto del insecto (Fig. 1b, c), las partículas inyectadas fluyeron fácilmente con hemolinfa y se observó que entraban y salían de los órganos de bombeo, el cuerpo y los apéndices21. Debido a que algunas partículas quedaron atrapadas en los tejidos dentro del cuerpo y dentro de las alas, solo medimos partículas que claramente se movían libremente con el flujo, que también se pueden ver moviéndose con los hemocitos (Película complementaria 1). Medimos las partículas que se desaceleraban y las que invertían su dirección, reflejando la pulsatilidad en el flujo. Para evitar estresar indebidamente a un saltamontes, los experimentos se realizaron de 5 a 10 minutos después de la inyección de partículas, durante 3 a 4 h.

El movimiento de partículas se capturó en ocho adultos de S. americana (~3 a 5 meses de edad) en un microscopio fluorescente (Zeiss AxioZoom V16 Zoom, utilizando el software Zeiss) en el Centro de Imágenes Biológicas de Harvard (Cambridge, MA). Debido a limitaciones focales, tamaños de partículas y claridad de la venación, no se podía ver más de un tercio del ala a la vez (~300 mm2 para el ala trasera y 10 a 50 mm2 para el ala anterior). Por lo tanto, las películas se capturaron en forma de mosaico a lo largo de la envergadura y la cuerda del ala (Fig. 2c), fotografiadas secuencialmente desde la base del ala hasta la punta del ala. En teoría, se podría seguir una partícula desde la bisagra del ala hasta la punta del ala y viceversa, pero en la práctica, la visibilidad, la velocidad de cuadros y el tiempo para guardar archivos limitaron la distancia de seguimiento de partículas individuales a secciones más pequeñas dentro del ala. Las velocidades de cuadro oscilaban entre 10 y 100 cuadros por segundo, donde se necesitaban velocidades de cuadro más altas para resolver el flujo rápido en los corazones de las alas y las venas del borde de ataque.

Se identificó y cuantificó la posición instantánea de ~800 partículas de 228 grabaciones de 8 saltamontes adultos individuales para calcular la velocidad. El ala se dividió en secciones: borde de ataque, membrana, punta del ala, red y borde de salida. Estos se basaron en la disposición de las venas y permitieron promediar datos para regiones específicas del ala. La región de la membrana existe dentro del borde de ataque, pero es estructuralmente notable debido a la acumulación de hemolinfa en ese seno de la membrana. Usamos dos métodos para rastrear partículas. En primer lugar, se realizó un seguimiento manual y semiautomático utilizando un programa de seguimiento de puntos basado en MATLAB (DLTdv5)36. En segundo lugar, empleamos algoritmos de seguimiento de partículas multiparamétricos personalizados adaptados de trabajos anteriores48,49,50,51. Primero se aplicó la sustracción de fondo a cada cuadro de la serie temporal para abordar las relaciones de contraste bajas y compensar los niveles de iluminación espacial desiguales. Se aplicó un ajuste de intensidad lineal por cuadros, de modo que el 1% del total de píxeles estuviera saturado, lo que representa la disminución temporal de la fluorescencia debido al fotoblanqueo. Se calculó una matriz de Hesse local de la intensidad para cada píxel, y las partículas se marcaron con valores negativos de λ2 en los mapas propios de Hesse. Se utilizó un procedimiento de erosión dinámica con un umbral adaptativo para identificar cada pico de intensidad de todas las partículas que se analizaron. Posteriormente, se utilizó un procedimiento de dilatación para expandir los límites desde los picos identificados hasta capturar el límite del curso de cada partícula. Finalmente, la segmentación aproximada se volvió a asignar a la resolución original y se refinó. La expansión del refinado se detuvo cuando la intensidad del píxel cayó por debajo del 25% de la intensidad máxima dentro de la partícula, o cuando alcanzó los bordes detectados por un filtro Canny52. Este algoritmo identifica la correspondencia más probable entre partículas teniendo en cuenta las características de cada partícula (brillo, área, diámetro y orientación) además del clásico criterio del vecino más cercano como parámetros de seguimiento. Los datos de flujo y todas las películas de datos correspondientes están disponibles a pedido.

Se identificaron las trayectorias de las partículas, se colocaron en un sistema de coordenadas de ala normalizado y se clasificaron en cinco regiones del ala (Fig. 3b, c) y regiones principales del cuerpo (Fig. 2c). Las trayectorias con menos de 25 puntos de datos se eliminaron del conjunto de datos principal. Los datos de velocidad se suavizaron en MATLAB utilizando una función de media móvil (Matlab movmean) con una longitud de ventana de 5. En las cinco regiones del ala (Fig. 4), velocidad instantánea (máx. y mediana), radios venosos promedio, frecuencia de pulso, Péclet. Se calcularon el número, el número de Reynolds, la frecuencia de pulso y el número de Womersley. La velocidad instantánea (Vinstant, mm/s) cuantifica la rapidez con la que las partículas se mueven a través de una región; También se calcularon las velocidades máxima y mediana para mostrar un rango de movimiento de partículas (en un tiempo instantáneo). El radio de la vena se determinó tomando un promedio de 25 diámetros de vena dentro de la región del ala. La frecuencia del pulso (f, Hz) mide la pulsatilidad del flujo, donde el número de picos en un trazo de velocidad (a lo largo del tiempo) se usó como una indicación de la periodicidad (consulte el gráfico de ejemplo en la Fig. 4e). Para identificar los picos, las trazas de velocidad se normalizaron mediante la velocidad máxima y luego los picos se detectaron utilizando la función findpeaks de MATLAB y un valor umbral de 0,3, que capturó la pulsatilidad más aparente. El número de Péclet refleja la relación entre flujos viscosos y transporte difusivo. El número de Reynolds indica la relación entre las fuerzas de los fluidos inerciales y viscosos. El número de Womersley detecta la relevancia de la pulsatilidad para los efectos viscosos en un flujo. Las ecuaciones utilizadas son las siguientes:

donde los puntos (xi,yi) y (xi+1,yi+1) son los puntos de la trayectoria instantánea a través de los cuales viaja una partícula determinada, timei es el intervalo de tiempo instantáneo en segundos, ρ es la densidad del agua, μ es la viscosidad dinámica de agua, r es el radio promedio por región del ala (valores encontrados en el código en línea), f es la frecuencia de pulso promedio por región del ala y DO2 es el coeficiente de difusión del oxígeno en el agua a 0.000018*(1*10−4). Para la viscosidad dinámica de la hemolinfa, utilizamos 0,0010518 Pa·s a 18 °C.

Más información sobre el diseño de la investigación está disponible en el Resumen del informe de Nature Portfolio vinculado a este artículo.

Las películas de datos están disponibles a pedido. Los datos de seguimiento están disponibles en https://doi.org/10.5281/zenodo.7637483.

El código utilizado en el análisis de datos fue escrito previamente48,49,50,51. El código de análisis de Matlab, los datos de seguimiento y los archivos de parámetros se pueden encontrar en https://github.com/maryksalcedo/wingflow_grasshoppers.git.

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Agradecemos al Dr. Stefan Jaronski (USDA) por su suministro continuo de saltamontes, sus reflexivas discusiones y su apoyo, y a la Dra. Missy Holbrook por sus útiles consejos para encontrar un sistema modelo. Agradecemos al laboratorio de Holbrook por brindar espacio a la colonia de saltamontes durante 2 años y permitir experimentos con insectos en su laboratorio de plantas. Agradecemos a L. Mahadevan por sus consejos, comentarios y ediciones durante todo el experimento y el proceso. Agradecemos al Centro de Imágenes Biológicas de Harvard por la infraestructura y el apoyo, específicamente al Dr. Doug Richardson por sus consejos y su tiempo de capacitación. Agradecemos al Dr. Siddarth Srinivasan por su experiencia en la medición de flujos biológicos y el tiempo dedicado a ayudar en la capacitación en el microscopio. Agradecemos a los miembros de Socha Lab por sus valiosos comentarios y apoyo en el análisis y la redacción. Por último, un agradecimiento especial al Dr. Jacob Peters por sus consejos y apoyo durante todo el proyecto. Esta investigación fue financiada a través de dos becas de la Fundación Nacional de Ciencias de EE. UU. (NSF) para MKS (NSF GRFP y NSF PRFB 1812215) y parcialmente respaldada por NSF 1558052 para JJSMKS. También fue parcialmente respaldada por la beca NIFA de los Estados Unidos de Agricultura (Premio: 2022- 67012-37679).

Departamento de Ingeniería Biológica y Ambiental, Universidad de Cornell, Ithaca, Nueva York, EE. UU.

María K. Salcedo

Escuela de Ingeniería Mecánica, Universidad Purdue, West Lafayette, IN, EE. UU.

Brian H. Jun

Departamento de Ingeniería y Mecánica Biomédica, Virginia Tech, Blacksburg, VA, EE. UU.

John J. Socha

Departamento de Biología Organísmica y Evolutiva y Museo de Zoología Comparada, Universidad de Harvard, Cambridge, MA, EE. UU.

Naomi E. Pierce

Escuela Weldon de Ingeniería Biomédica, Universidad Purdue, West Lafayette, IN, EE. UU.

Pavlos P. Vlachos

Departamento de Neurobiología, Fisiología y Comportamiento, UC Davis, Davis, CA, EE. UU.

Stacey A. Combes

También puedes buscar este autor en PubMed Google Scholar.

MKS concibió el proyecto de investigación, recopiló y analizó datos y escribió el manuscrito. BHJ analizó datos, agregó métodos y ayudó a editar el manuscrito. PPV contribuyó con métodos y ediciones de manuscritos. SAC, JJS y NEP contribuyeron con importantes ediciones y asesoramiento durante todo el proyecto.

Correspondencia a Mary K. Salcedo.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Communications Biology agradece a Hamed Rajabi y a los demás revisores anónimos por su contribución a la revisión por pares de este trabajo. Editor principal: Luke R. Grinham. Los informes de los revisores pares están disponibles.

Nota del editor Springer Nature se mantiene neutral con respecto a reclamos jurisdiccionales en mapas publicados y afiliaciones institucionales.

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Reimpresiones y permisos

Salcedo, MK, Jun, BH, Socha, JJ et al. Patrones complejos de circulación de hemolinfa en alas de saltamontes. Común Biol 6, 313 (2023). https://doi.org/10.1038/s42003-023-04651-2

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Recibido: 13 de noviembre de 2021

Aceptado: 02 de marzo de 2023

Publicado: 23 de marzo de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s42003-023-04651-2

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Patrones complejos de circulación de hemolinfa en alas de saltamontes